Das Hauptinteresse unserer Forschungsgruppe ist es, die Mechanismen klar abgegrenzter, genetisch-bedingter, neurologisch paroxysmaler Erkrankungen aufzuklären, Zusammenhänge mit klinischen Symptomen zu verstehen und neue Therapiemöglichkeiten zu entwickeln.
Unsere Hauptziele sind dabei:
- bestimmte krankheits-verursachende Gendefekte zu finden
- deren Mechanismen auf molekularer, zellulärer und Netzwerk-Ebene zu verstehen
- bestehende Therapiemöglichkeiten zu verbessern und neue zu entwickeln.
Unsere Forschung fokussiert sich dabei auf Erkrankungen mit veränderter neuronaler Erregbarkeit, wie beispielsweise Epilepsie oder Migräne, die durch Mutationen in Genen, welche Ionenkanäle, Rezeptoren oder Transporter kodieren, verursacht werden. Die Krankheitsmechanismen werden mit Hilfe von molekularbiologischen und elektrophysiologischen Methoden untersucht. Dabei werden die Defekte der krankheits-verursachenden Mutationen und deren Auswirkungen auf die Proteineigenschaften, das Öffnen und Schließen des Kanals (sog. „Gating“), die intrinsischen Eigenschaften von Nervenzellen und das Verhalten von neuronalen Netzwerken analysiert. Das Ziel unserer Arbeit ist es, im Sinne von personalisierter Medizin basierend auf den gefundenen Mechanismen die Antwort auf bestimmte vorhandene und neu entwickelte Therapien vorherzusagen.
Genetik und Pharmakogenetik der Epilepsie
Ungefähr 3% der Bevölkerung leiden während ihres Lebens unter einer Form der Epilepsie. Dabei handelt es sich bei ca. 50% der Fälle um eine idiopathisch generalisierte Epilepsie, die eine genetische Ursache hat, also nicht bedingt ist durch strukturelle oder metabolische Veränderungen des Gehirns. Unsere Arbeitsgruppe ist daran interessiert diese genetischen Veränderungen oder Risikofaktoren in monogenetischen bzw. komplex-genetischen Formen der Epilepsie zu identifizieren. Dafür kommen sowohl genomweite Assoziationsstudien als auch Genom-, Exom- oder Genpanel-Analysen zum Einsatz. Diese Studien werden in enger internationaler Zusammenarbeit mit anderen Arbeitsgruppen durchgeführt um den Vorteil großer Forschungskonsortien (NGFNplus EMINet, EuroEPINOMICS – Kollaboration mit dem NIH-gefördeten Epi4k und dem kanadischen CENet Projekt, IonNeurONet) zu nutzen, die weitere Ressourcen und Expertise bieten. Ein weiterer Fokus unserer Forschung liegt auf dem Feld der Pharmakogenetik. Dabei handelt es sich um ein relativ neues Forschungsfeld, das sich mit genetischen Konstellationen beschäftigt, die zu einer Medikamentenresistenz oder Nebenwirkungen führen können. Das Ziel ist es dabei die Reaktion des Patienten auf ein antiepileptisches Medikament vorherzusagen und negative Reaktionen auf Basis eines bestimmten Genotyps zu verhindern. Ein Beispiel für eine erfolgreiche pharmakogenetische Studie auf dem Gebiet der Epilepsie betrifft eine lebensbedrohliche, allergische Hautreaktion auf Carbamazepin in der südasiatischen Bevölkerung (Chen et al., N Engl J Med 2011;364:1126-33). Wir untersuchen systematisch den Einfluss von genetischen Faktoren, die unterschiedliche Reaktionen auf verschiedene antiepileptische Medikamente herbeiführen können. Dabei sind wir u.a. im europäischen EpiPGX Projekt organisiert.
Mitarbeiter: Julian Schubert, Stephan Wolking, Josua Kegele, Felicitas Becker, Christian Hengsbach, Sarah Rau, in Zusammenarbeit mit AG Weber
Funktionelle Untersuchungen von genetischen Veränderungen in Ionenkanälen
Viele Mutationen, die bei der idiopathischen Form der Epilepsie entdeckt wurden, betreffen Gene, die für Ionenkanäle kodieren. Diese Membranproteine verändern die neuronale Transmembranspannung, indem sie sich öffnen oder schließen (sog. „gating“). Dieser Mechanismus findet in Abhängigkeit von synaptischen Neurotransmittern (ligandengesteuerte Kanäle) statt oder durch eine Spannungsänderung selbst (spannungsgesteuerte Kanäle). Genetische Veränderungen, die diese Kanäle betreffen, können somit die neuronale Erregbarkeit verändern und möglicherweise eine Synchronität des neuronalen Netzwerks herbeiführen, wodurch ein Anfall ausgelöst werden könnte. Diese Schlussfolgerung wird dadurch bestärkt, dass antiepileptische Medikamente, die heutzutage in der Klinik eingesetzt werden, unterschiedlichste Ionenkanäle oder synaptische Proteine beeinflussen. Unsere Arbeitsgruppe hat jahrelange Erfahrung auf dem Gebiet der Funktionsanalyse, der Untersuchung der gating-Eigenschaften und Pharmakologie von Ionenkanälen. Dabei kommen sowohl molekularbiologische als auch elektrophysiologische Techniken zum Einsatz. Wir konnten bereits krankheitsverursachende Mutationen in Natrium-, Kalium-, Chlorid- und Calciumkanälen sowie ligandengesteuerten Kanälen (GABA- und Glutamatrezeptoren) charakterisieren. Viele unserer Studien wurden in heterologen Expressionssystemen, wie Xenopus laevis Oozyten oder Säuger-Zelllinien, durchgeführt. Diese Systeme haben den Vorteil, dass sie das zu untersuchende Protein selbst nicht exprimieren und es somit ermöglichen den Einfluss von krankheitsverursachenden Mutationen direkt mit elektrophysiologischen, biochemischen und immunhistochemischen Methoden zu untersuchen.
Mitarbeiter: Ulrike Hedrich, Yuanyuan Liu, Thomas Wuttke, Natalie Winter, Heidi Löffler
Abbildung: Mutationen im KCNA2 Gen, welches den KV1.2 Kaliumkanal kodiert, können -wie kürzlich gezeigt wurde- eine schwere Form von Epilepsie mit Entwicklungsverzögerungen verursachen (sogenannte epileptische Enzephalopathien) (Syrbe, Hedrich et al. 2015). Die Abbildung zeigt die funktionelle Analyse von KV1.2 Mutationen in Xenopus laevis Oozyten. Interessanterweise können Mutationen im KCNA2 Gen beides, einen Funktionsgewinn (Gain-of-function, roter Kasten) und einen Funktionsverlust (Loss-of-function, blauer Kasten), verursachen. Gezeigt sind KV1.2-Kaliumionenströme, die mit einem automatisierten Zweielektroden-Spannungsklemmsystem (Mitte, oben; Bild von www.multichannels.com) in Oozyten abgeleitet wurden, die entweder wildtypische (obere Ableitungen) oder mutierte (untere Ableitungen) KV1.2-Ionenkanäle exprimieren. Die Oozyten werden dabei mit zwei Elektroden angestochen (Mitte, unten) und die Kaliumströme werden während einer Applikation von ansteigenden Spannungssprüngen abgeleitet (Abbildungen der Ströme verändert nach Syrbe, Hedrich et al. 2015). Die Kaliumionenströme, die durch Kanäle mit gain-of-function Mutationen fließen, können durch eine Applikation von 4-Aminopyridin signifikant reduziert werden (nicht gezeigt).
Neuronale Expressionssysteme und genetische Mausmodelle
Um die Auswirkungen von humanen, epilepsie-verursachenden Mutationen in Neuronen weiter zu untersuchen, verwenden wir transfizierte primäre Kulturen von Mäusen und genetische veränderten Tiermodellen, die humane Mutationen tragen (sog. „humanisierte Mausmodelle“). Im Vergleich zu heterologen Expressionssystemen können in Neuronen die veränderten Ionenkanäle in ihrer natürlichen Umgebung und die Auswirkungen auf die intrinsischen Eigenschaften von Neuronen untersucht werden. Außerdem ahmen Mausmodelle die klinischen Eigenschaften der betroffenen Patienten nach und ermöglichen es, die krankheitsverursachenden Mutationen unter physiologischen Bedingungen zu untersuchen. Durch die Nutzung solcher Mausmodelle können wir die Krankheitsmechanimsen in einzelnen Neuronen, neuronalen Netzwerken und im lebenden Tier untersuchen. Wir verwenden dabei hauptsächlich die Patch-Clamp-Technik in Gehirnschnitten, um die Gating-Eigenschaften von Kanälen in Nervenzellen und die neuronalen Eigenschaften zu untersuchen. Neuronale Netzwerke werden mit mehreren extrazellulären Elektroden und Multielektroden Arrays untersucht. In Kooperation mit Cornelius Schwarz (CIN) leiten wir in vivo die Antworten auf sensorische Reize (Whiskerstimulation) ab, zusammen mit Olga Garaschuk (Institut für Physiologie II) arbeiten wir an in vivo 2-Photon Calcium-Ableitungen von neuronalen Netzwerken.
Mitarbeiter: Ulrike Hedrich, Yuanyuan Liu, Nele Dammeier, Cristina Niturad
Abbildung: Mausmodelle werden verwendet um humane, krankheitsverursachende Mutationen zu untersuchen. (A) Schematische Darstellung eines thalamokortikalen Hirnschnittes einer genetisch veränderten Maus. (B) Nervenzelle, die während einer Ganzzell-Patch Clamp-Ableitung mit einem Fluoreszenzfarbstoff gefüllt wurde. Gezeigt ist eine Reihe von Aktionspotentialen, die durch Strominjektion ausgelöst wurden.
Induzierte pluripotente Stammzellen als Epilepsie-Modell
Durch die Reprogrammierung von Fibroblasten und Keratinozyten von Patienten, welche eine Epilepsie verursachende Mutation in ihrem Genom tragen, erhalten wir humane pluripotente Stammzellen (hiPSC). Mit verschiedenen Differenzierungsprotokollen können diese hiPSC in bestimmte Nervenzelltypen weiterentwickelt werden, welche wir dann mit elektrophysiologischen, immunohistochemischen und biochemischen Methoden weiter analysieren können.
Mitarbeiter: Niklas Schwarz, Filip Rosa, Heidi Löffler
Epilepsie und die zentrale Kontrolle der Atmung
Die Atmung stellt einen essentiellen Teil des Lebens dar und eine Dysfunktion des neuronalen Netzwerks, das dieses Verhalten kontrolliert, steht unter Verdacht an einer Reihe von neurologischen Erkrankungen beteiligt zu sein. Der PreBötzinger Komplex (PreBötC) ist der zentrale Generator der inspiratorischen Aktivität und im Hirnstamm lokalisiert (Abb. 3B2). Es sollen die Auswirkungen bestimmter Mutationen, die eine Epilepsie verursachen, auf die Funktion des PreBötzinger Komplexes untersucht werden. Hierzu wird die Atemaktivität in vivo (Abb. 3A) und in vitro (Abb. 3B) in Mäusen mit gezielten knock-out oder knock-in Mutationen in Genen, die Natriumkanäle kodieren, untersucht. Diese Untersuchungen sind insbesondere für das Auftreten des SUDEP (sudden unexpected death in epilepsy) interessant.
Abbildung: (A) Typische Plethysmographie-Ableitung einer Maus. (B1) Schematische Darstellung der Anatomie des Hirnstammes, inklusive des PreBötzinger Komplexes (PreBötC) in einer Hirnschnittpräparation (Amb: Nucleus Ambiguus, XII: Nucleus Hypoglossus, SP5: Spinal Trigeminal Nucleus). (B2) Typische Populationsableitung und simultane Einzelzellableitung der Aktivität, die im isolierten Prebötzinger Komplex generiert wird. (B3) Abgebildet ist ein längere Ableitung der Aktivität des PreBötzinger Komplexes in vitro, mit typischen Entladungsmustern (Eupnoe und Seufzer*).
Zusätzlich untersuchen wir die Atmung, Sättigung und Herzfunktion in Patienten mit Epilepsie während ihrem Aufenthalt im Video-EEG Monitoring. Hierfür führen wir eine quantitative Analyse der Atemfrequenz, Variabilität der Atemaktivität (Frequenz und Atmung), der Sauerstoffsättigung und eine Analyse der Herzfrequenzvariabilität in diesen Patienten durch. Diese Auswertung erbringt Hinweise auf eine autonome Dysfunktion der Patienten mit einer Epilepsie und den Einfluss von antiepileptischen Medikamenten auf diese Funktionen.
Mitarbeiter: Henner Koch, Stephan Lauxmann, Nicole Kusch, Sandra Kruszynski, Janine Brandes
Selected Publications (sorted by topics)
Genetics and functional investigations
De novo loss- or gain-of-function mutations in KCNA2 cause epileptic encephalopathy.Syrbe S, Hedrich UB*, Riesch E, Djémié T, Müller S, Møller RS, Maher B, Hernandez-Hernandez L, Synofzik M, Caglayan HS, Arslan M, Serratosa JM, Nothnagel M, May P, Krause R, Löffler H, Detert K, Dorn T, Vogt H, Krämer G, Schöls L, Mullis PE, Linnankivi T, Lehesjoki AE, Sterbova K, Craiu DC, Hoffman-Zacharska D, Korff CM, Weber YG, Steinlin M, Gallati S, Bertsche A, Bernhard MK, Merkenschlager A, Kiess W; EuroEPINOMICS RES, Gonzalez M, Züchner S, Palotie A, Suls A, De Jonghe P, Helbig I, Biskup S, Wolff M, Maljevic S, Schüle R, Sisodiya SM, Weckhuysen S, Lerche H#, Lemke JR.
Nat Genet 2015;47:393-9.
*,#equally contributing first author or principle investigator/corresponding author
A recurrent de novo mutation in KCNC1 causes progressive myoclonus epilepsy. Muona M, Berkovic SF, Dibbens LM, Oliver KL, Maljevic S, Bayly MA, Joensuu T, Canafoglia L, Franceschetti S, Michelucci R, Markkinen S, Heron SE, Hildebrand MS, Andermann E, Andermann F, Gambardella A, Tinuper P, Licchetta L, Scheffer IE, Criscuolo C, Filla A, Ferlazzo E, Ahmad J, Ahmad A, Baykan B, Said E, Topcu M, Riguzzi P, King MD, Ozkara C, Andrade DM, Engelsen BA, Crespel A, Lindenau M, Lohmann E, Saletti V, Massano J, Privitera M, Espay AJ, Kauffmann B, Duchowny M, Møller RS, Straussberg R, Afawi Z, Ben-Zeev B, Samocha KE, Daly MJ, Petrou S, Lerche H, Palotie A, Lehesjoki AE.
Nat Genet 2015;47:39-46.
Mutations in STX1B, encoding a presynaptic protein, cause fever-associated epilepsy syndromes. Schubert J, Siekierska A, Langlois M, May P, Huneau C, Becker F, Muhle H, Suls A, Lemke JR, de Kovel CG, Thiele H, Konrad K, Kawalia A, Toliat MR, Sander T, Rüschendorf F, Caliebe A, Nagel I, Kohl B, Kecskés A, Jacmin M, Hardies K, Weckhuysen S, Riesch E, Dorn T, Brilstra EH, Baulac S, Møller RS, Hjalgrim H, Koeleman BP; EuroEPINOMICS RES Consortium, Jurkat-Rott K, Lehman-Horn F, Roach JC, Glusman G, Hood L, Galas DJ, Martin B, de Witte PA, Biskup S, De Jonghe P, Helbig I, Balling R, Nürnberg P, Crawford AD, Esguerra CV, Weber YG#, Lerche H.
Nat Genet 2014;46:1327-32.
#equally contributing principle investigator
De novo mutations in synaptic transmission genes including DNM1 cause epileptic encephalopathies. EuroEPINOMICS-RES Consortium; Epilepsy Phenome/Genome Project; Epi4K Consortium.
Am J Hum Genet 2014;95:360-70.
Genetic determinants of common epilepsies: a meta-analysis of genome-wide association studies. International League Against Epilepsy Consortium on Complex Epilepsies.
Lancet Neurol 2014;13:893-903.
Mutations in GRIN2A cause idiopathic focal epilepsy with rolandic spikes.
Lemke JR, Lal D, Reinthaler EM, Steiner I, Nothnagel M, Alber M, Geider K, Laube B, Schwake M, Finsterwalder K, Franke A, Schilhabel M, Jähn JA, Muhle H, Boor R, Van Paesschen W, Caraballo R, Fejerman N, Weckhuysen S, De Jonghe P, Larsen J, Møller RS, Hjalgrim H, Addis L, Tang S, Hughes E, Pal DK, Veri K, Vaher U, Talvik T, Dimova P, Guerrero López R, Serratosa JM, Linnankivi T, Lehesjoki AE, Ruf S, Wolff M, Buerki S, Wohlrab G, Kroell J, Datta AN, Fiedler B, Kurlemann G, Kluger G, Hahn A, Haberlandt DE, Kutzer C, Sperner J, Becker F, Weber YG, Feucht M, Steinböck H, Neophythou B, Ronen GM, Gruber-Sedlmayr U, Geldner J, Harvey RJ, Hoffmann P, Herms S, Altmüller J, Toliat MR, Thiele H, Nürnberg P, Wilhelm C, Stephani U, Helbig I, Lerche H*, Zimprich F, Neubauer BA, Biskup S, von Spiczak S*.
Nat Genet 2013;45:1067-72.
*corresponding authors
Molecular correlates of age-dependent seizures in an inherited neonatal-infantile epilepsy.
Liao Y, Deprez L, Maljevic S, Pitsch J, Claes L, Hristova D, Jordanova A, Ala-Mello S, Bellan-Koch A, Blazevic D, Schubert S, Thomas EA, Petrou S, Becker AJ, De Jonghe P, Lerche H.
Brain 2010;133:1403-14
15q13.3 microdeletions increase risk of idiopathic generalized epilepsy.
Helbig I, Mefford HC, Sharp AJ, Guipponi M, Fichera M, Franke A, Muhle H, de Kovel C, Baker C, von Spiczak S, Kron KL, Steinich I, Kleefuss-Lie AA, Leu C, Gaus V, Schmitz B, Klein KM, Reif PS, Rosenow F, Weber Y, Lerche H, Zimprich F, Urak L, Fuchs K, Feucht M, Genton P, Thomas P, Visscher F, de Haan GJ, Møller RS, Hjalgrim H, Luciano D, Wittig M, Nothnagel M, Elger CE, Nürnberg P, Romano C, Malafosse A, Koeleman BP, Lindhout D, Stephani U, Schreiber S, Eichler EE, Sander T.
Nat Genet 2009;41:160-2.
GLUT1 mutations are a cause of paroxysmal exertion-induced dyskinesias and induce hemolytic anemia by a cation leak.
Weber YG, Storch A, Wuttke TV, Brockmann K, Kempfle J, Maljevic S, Margari L, Kamm C, Schneider SA, Huber SM, Pekrun A, Roebling R, Seebohm G, Koka S, Lang C, Kraft E, Blazevic D, Salvo-Vargas A, Fauler M, Mottaghy FM, Münchau A, Edwards MJ, Presicci A, Margari F, Gasser T, Lang F, Bhatia KP, Lehmann-Horn F, Lerche H.
J Clin Invest 2008;118:2157-68.
Invited reviews
Genetic biomakers in epilepsy.
Weber YG, Nies AT, Schwab M, Lerche H.
Neurotherapeutics. 2014;11:324-33.
Ion channels in genetic and acquired forms of epilepsy.
Lerche H, Shah M, Beck H, Noebels J, Johnston D, Vincent A.
J Physiol 2013;591:753-64.
Genetic mouse models
Impaired action potential initiation in GABAergic interneurons causes hyperexcitable networks in an epileptic mouse model carrying a human Na(V)1.1 mutation.
Hedrich UB, Liautard C, Kirschenbaum D, Pofahl M, Lavigne J, Liu Y, Theiss S, Slotta J, Escayg A, Dihné M, Beck H, Mantegazza M, Lerche H.
J Neurosci 2014;34:14874-89.
Reduced dendritic arborization and hyperexcitability of pyramidal neurons in a Scn1b-based model of Dravet syndrome.
Reid CA, Leaw B, Richards KL, Richardson R, Wimmer V, Yu C, Hill-Yardin EL, Lerche H, Scheffer IE, Berkovic SF, Petrou S.
Brain 2014;137:1701-15.
Axon initial segment dysfunction in a mouse model of genetic epilepsy with febrile seizures plus.
Wimmer VC, Reid CA, Mitchell S, Richards KL, Scaf BB, Leaw BT, Hill EL, Royeck M, Horstmann MT, Cromer BA, Davies PJ, Xu R, Lerche H, Berkovic SF, Beck H, Petrou S.
J Clin Invest 2010;120:2661-71.
Epilepsy and central control of breathing
Stable respiratory activity requires both P/Q-type and N-type voltage-gated Caclium channels.
Koch H, Zanella S ,Elsen GE, Lincoln Smith, Atsushi Doi1, Garcia III A, Wei AD, Xun R. Kirsch S, Gomez CM, Hevner RF and Ramirez JM. (2013).
J Neurosci 2013;33:3633-45
Mitochondrial Ndufs4 deficiency in the vestibular nucleus in a mouse model of Leigh Syndrome leads to fatal breathing dysfunction.
Quintana A, Zanella S, Koch H, Kruse SE, Lee D, Ramirez JM, Palmiter RD.
J Clin Invest 2012;122:2359-68.
Network reconfiguration and neuronal plasticity in rhythm-generating networks.
Koch H, Garcia AJ 3rd, Ramirez JM. (2011).
Int Comp Biol 2011;51:856-68.
Prostaglandin E2 differentially modulates the central control of eupnoea, sighs and gasping in mice.
Koch H, Caughie C, Elsen F, Doi A, Garcia 3rd A, Zanella S and Ramirez JM.
J Physiol 2015;593:305–19.
Zentrum für Neurologie
Hertie-Institut für klinische Hirnforschung
Abteilung Neurologie mit Schwerpunkt Epileptologie
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